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Wie unterscheidet man zwischen SR-Protein und SR-ähnlichem Protein?

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Nach welchen Kriterien entscheiden die Forscher, ob ein Protein ein SR-Protein oder ein SR-ähnliches Protein ist?


Bin mir nicht 100% sicher. Wenn etwas als x-ähnliches Protein bezeichnet wird, bedeutet dies normalerweise, dass es homolog ist und eine gewisse Sequenz- und / oder strukturelle Ähnlichkeit mit x aufweist. Es gibt jedoch möglicherweise nicht genügend biochemische Beweise, um definitiv zu sagen, dass es sich um Familie x handelt. Ich bin auf dieses Papier gestoßen, in dem sie über ein SR-ähnliches Protein sprechen. Sie sagten:

Während knospenden Hefen kein alternatives Spleißen fehlt, haben sie drei SR-ähnliche Proteine: Npl3, Gbp2 und Hrb1. Diese wurden jedoch am besten für ihre Rolle beim mRNA-Export charakterisiert, so dass ihre potenzielle Rolle beim Spleißen weitgehend unerforscht ist.

In diesem Fall hat das Protein also eine Serin/Arginin-Bindungsdomäne und eine RNA-Bindungsdomäne (genau wie SR-Proteine), aber die meisten der Biochemie weisen darauf hin, dass sie am RNA-Export beteiligt sind, nicht am Spleißen (Spleißen ist natürlich das, was SR-Proteine ​​​​bekannt sind) zum). So bekommen sie den Namen SR-like. Es wird jedoch variieren. Es gibt kein einheitliches Proteinbenennungssystem


4 Ebenen der Proteinstruktur (mit Diagramm)

Konventionell können vier Ebenen der Proteinorganisation identifiziert werden, diese werden als Primär-, Sekundär-, Tertiär- und Quartärstrukturen des Proteins bezeichnet.

1. Primäre Proteinstruktur:

Aufeinanderfolgende Aminosäuren, die das Rückgrat einer Polypeptidkette bilden, sind durch Peptidbindungen miteinander verbunden, und es wird angenommen, dass dies die einzigen kovalenten Assoziationen sind, die zwischen aufeinanderfolgenden Aminosäuren auftreten.

Die Primärstruktur eines Proteins ist die Reihenfolge dieser Aminosäuren im Rückgrat jeder der Polypeptidketten, aus denen das Molekül besteht.

Die Primärstruktur einer Polypeptidkette wird beginnend mit der Aminosäure beschrieben, die den N-Terminus des Polypeptids besetzt. Der Einfachheit halber wird jede Aminosäure unter Verwendung ihrer spezifischen Abkürzung identifiziert. Das erste Protein, dessen Primärstruktur bestimmt wurde, war das Hormon Insulin, ein relativ kleines Protein mit nur 51 Aminosäuren.

Das Insulinmolekül besteht aus zwei Polypeptidketten, der A-Kette (21 Aminosäuren lang) und der B-Kette (30 Aminosäuren lang). Die Struktur von Insulin ist in Abbildung 4-16 dargestellt und zeigt noch eine weitere Facette der kovalenten Assoziationen, die in Proteinen vorkommen können.

Die A- und B-Ketten von Insulin sind durch zwei Disulfidbrücken miteinander verbunden und eine dritte Disulfidbrücke tritt innerhalb der A-Kette auf. Wie in Abbildung 4-17 gezeigt, werden Disulfidbrücken durch die Entfernung von Wasserstoff aus den Sulfhydrylgruppen der Seitenketten von zwei Cysteinresten gebildet.

Bei der chemischen Bestimmung der Primärstruktur einer Polypeptidkette ist es üblich, gleichzeitig zu bestimmen, welche Cysteinreste der Struktur an der Bildung von Disulfidbrücken beteiligt sind. Seit der Aufklärung der Primärstruktur des Insulins 1953 durch F. Sanger (z für das Sanger einen Nobelpreis erhielt), wurden mehrere hundert Proteine ​​vollständig sequenziert, viele davon erheblich größer als Insulin. Unter den vollständig sequenzierten Proteinen befinden sich fast 100 Formen von Hämoglobin, dem sauerstofftransportierenden Protein im Blut von Wirbeltieren.

Studien über Hämoglobin haben einige faszinierende Fakten über die Evolution verwandter Proteine ​​und die Art und Weise offenbart, in der verschiedene Polypeptidketten eines Proteins in der biologischen Aktivität des Moleküls miteinander interagieren.

Inhärente Vielfalt von Protein-Primärstrukturen:

Die Vielfalt der Aminosäuren, die in Proteinen enthalten sein können, sorgt für eine enorme Anzahl unterschiedlicher Primärstrukturen. Betrachten Sie zum Beispiel die mathematische Vielfalt, die in einer Polypeptidkette aus 61 Aminosäuren möglich ist (und dies würde als relativ kleines Protein angesehen werden). Jede der 61 Restpositionen kann von einer beliebigen von 20 verschiedenen Aminosäuren besetzt werden.

Daher wären insgesamt 20 61 mögliche Polypeptidmoleküle vorhanden (d. h. 20 61 verschiedene Primärstrukturen sind möglich). Nun, 20 61 = 2,3 x 10 79 , und weil geschätzt wurde, dass das gesamte Universum 0,9 x 10 79 Atome enthält, gibt es eine größere potentielle Vielfalt in einer Polypeptidkette, die 61 Aminosäuren lang ist, als es Atome im Universum gibt!

Sekundäre Proteinstruktur:

Bei der Beschreibung der Primärstruktur eines Proteins wird die Reihenfolge der Aminosäuren in jeder Polypeptidkette, aber nicht die resultierende dreidimensionale Form berücksichtigt. Die dreidimensionale Form wird beginnend mit der Sekundärstruktur berücksichtigt.

Die Sekundärstruktur eines Proteins beschreibt alle periodischen räumlichen Beziehungen innerhalb jeder der Polypeptidketten, wie zum Beispiel:

(1) Die Lage und Ausdehnung der Regionen jeder Kette, die in Helices organisiert sind und

(2) Die Art der vorhandenen Helices.

Zu den periodischen Strukturen, die in Polypeptidketten häufig vorkommen, gehören die Alpha-, Pi- und 3 .-Strukturen10 bereits besprochenen Helices und die verschiedenen Beta-Konformationen. Bei globulären Proteinen ist es nicht ungewöhnlich, dass die Hälfte aller Reste jedes Polypeptids in einer oder mehreren spezifischen Sekundärstrukturen organisiert sind.

Der Einfachheit halber kann den verschiedenen Segmenten einer Polypeptidkette eine spezifische Nomenklatur zugeordnet werden. Beginnend am N-Terminus werden die helikalen Regionen mit den Buchstaben A, B, C, D usw. bezeichnet, und den Aminosäuren innerhalb jeder Helix werden Nummern zugewiesen (z. B. C1, C2, C3 usw.). Die interhelikalen Regionen jeder Kette werden durch die Buchstaben der angrenzenden Helices bezeichnet (dh nicht-helikale Regionen AB, BC, CD usw.) und den Aminosäuren innerhalb dieser Regionen werden auch Nummern zugewiesen (dh BC1, BC2 , BC3 usw.).

Die nicht-helikale Region am N-Terminus (wenn der N-Terminus tatsächlich nicht Teil einer Helix ist) wird als NA bezeichnet und seine Aminosäuren sind fortlaufend nummeriert (NA1, NA2, NA3 usw.). Befindet sich am C-Terminus ein nicht-helikales Segment, wird es anhand der letzten Helix identifiziert. Beispielsweise würde in einer Polypeptidkette, die acht Helices (A bis H) enthält, ein nicht-helikales Segment am C-Terminus als HC identifiziert werden (und seine Aminosäuren nummeriert HC1, HC2, HC3 usw.). Mit dieser Nomenklatur kann die spezifische Position jeder Aminosäure identifiziert werden (siehe Abb. 4-18).

Tertiäre Proteinstruktur:

Die tertiäre Proteinstruktur bezieht sich auf die Art und Weise, in der die helikalen und nicht-helikalen Bereiche eines Polypeptids in sich selbst zurückgefaltet werden, um dem Molekül noch eine weitere Formordnung hinzuzufügen. Bei globulären Proteinen sind es die nicht-helikalen Bereiche, die die Faltung ermöglichen. Die Faltung einer Polypeptidkette ist nicht zufällig, sondern erfolgt auf spezifische Weise, wodurch dem Protein bestimmte sterische Eigenschaften verliehen werden.

Lange bevor die dreidimensionale Atomstruktur des ersten Proteins ausgearbeitet wurde, nahm W. Kauzmann die allgemeinen Prinzipien vorweg, die die Gesamtform eines Proteins bestimmen. Kauzmann sagte 1959 voraus, dass alle polaren Gruppen im Protein entweder miteinander wechselwirken oder durch das umgebende Wasser solvatisiert werden und diese Entropiebetrachtungen die unpolaren Teile des Proteins im Inneren des Moleküls zusammenziehen.

Diese Art der spezifischen Faltung wird durch eine Vielzahl von Wechselwirkungen zwischen einem Teil der Polypeptidkette und einem anderen sowie zwischen dem Polypeptid und benachbarten Wassermolekülen erreicht und aufrechterhalten.

Zu den Interaktionen gehören:

(1) Ionenbindungen oder Salzbrücken,

Ionenbindungen (Salzbrücken):

In wässrigen Lösungen kommen die meisten Aminosäuren in einem ionisierten (oder dissoziierten) Zustand vor. Zum Beispiel liegen die meisten Glycinmoleküle in der folgenden Form vor, wenn Glycin in Wasser gelöst wird:

In dieser Form wurde ein Wasserstoffion (d. h. ein Proton) von der &agr;-Carboxylgruppe dissoziiert und ein anderes wurde durch die &agr;-Aminogruppe aus dem umgebenden Wasser entfernt. Das resultierende Ion wird als Zwitterion bezeichnet, weil es zwei verschiedene Arten von Ladung trägt – positiv und negativ. Beachten Sie, dass das Glycinmolekül zwar beide Ladungsarten hat, aber keine Nettoladung hat.

Die saure Aminosäure Asparaginsäure hat die folgende zwitterionische Form:

In diesem Fall trägt Asparaginsäure eine positive Ladung und zwei negative Ladungen und hat somit eine Nettoladung (d. h. -1). Glutaminsäure verhält sich ähnlich.

Schließlich ergibt die basische Aminosäure Lysin in Lösung folgendes Zwitterion:

In dieser Form trägt Lysin zwei positive Ladungen und eine negative Ladung und hat eine positive Nettoladung (d. h. +1).

In Polypeptidketten sind die a-Amino- und a-Carboxylgruppen aller Aminosäuren mit Ausnahme derjenigen, die sich am n- und c-Terminus befinden, an Peptidbindungen beteiligt. Daher werden diese Gruppen außer an den Enden der Polypeptidkette nicht ionisiert und tragen keine Ladung zum Polypeptid bei.

Allerdings können die Seitenketten von sauren und basischen Aminosäuren (sowie bestimmten anderen) positive und negative Ladungen entlang der Länge des Polypeptids beitragen, wenn entweder die Bedingungen des lokalen pH-Werts oder die Natur der anderen Seitenketten im Bereich des tertiären Struktur ermöglichen eine Dissoziation oder Protonierung.

Elektrostatische Anziehung zwischen entgegengesetzt geladenen Seitenketten von Aminosäuren eines Polypeptids kann diese Regionen der Kette näher zusammenbringen und ihre Positionen relativ zueinander stabilisieren. Die so gebildeten Bindungen werden ionische Bindungen oder Salzbrücken (auch Salzbindungen) genannt.

Auch ionisierte Seitenketten von Aminosäuren im Inneren des Moleküls können mit Wasser reagieren und dieses binden, und bei vielen Proteinen wird durch solche Wechselwirkungen eine gewisse Wassermenge dauerhaft im Molekül zurückgehalten. Da in der Umgebung der meisten Proteine ​​auch Salzionen (z. B. Na + und Cl – ) vorhanden sind, können diese auch bei der ionischen Bindungsbildung zwischen verschiedenen ionisierten Gruppen im Inneren des Moleküls eine Rolle spielen. Ionenbindungen treten auch zwischen geladenen Seitenketten auf, die aus der Proteinoberfläche herausragen, und umgebendem Wasser und Salzionen. Die verschiedenen Arten von Ionenbindungen sind in Abbildung 4-19 dargestellt.

Wasserstoffbrückenbindungen zwischen a-Amino-Wasserstoffatomen und a-Carboxyl-Sauerstoffatomen wurden bereits im Zusammenhang mit der Stabilisierung von Helices und parallelen Ketten der beta-Faltblattstruktur diskutiert. Wasserstoffbrückenbindungen können auch zwischen nicht dissoziierten carboxylhaltigen Seitenketten der sauren Aminosäuren und den Aminogruppen der basischen Aminosäuren Lysin, Tryptophan und Histidin gebildet werden.

Die Hydroxylgruppen von Serin, Theonin und Tyrosin können ebenfalls an der Wasserstoffbindung teilnehmen, ebenso wie die sekundären Carboxyl- und Aminogruppen von Asparagin und Glutamin. Obwohl einzeln schwach, tragen diese Bindungen gemeinsam zur Stabilität einer bestimmten Tertiärstruktur bei.

Dritte Klassen von Wechselwirkungen, die die tertiäre Proteinstruktur stabilisieren, sind hydrophobe Bindungen. Dies sind Wechselwirkungen zwischen Aminosäuren, deren Seitenketten hydrophob sind (z. B. Leucin, Isoleucin, Valin und die aromatischen Aminosäuren).

Die Seitenketten dieser Aminosäuren werden durch ihre gegenseitigen hydrophoben Eigenschaften zusammengezogen und so organisiert, dass sie minimalen Kontakt mit dem umgebenden Wasser haben. In unmittelbarer Nähe zueinander angeordnet, gehen nebeneinander angeordnete Atome separater Seitenketten Van-der-Waals-Wechselwirkungen miteinander ein, was zur Bildung schwacher Bindungen führt.

Auch hier ist es die große Zahl dieser Wechselwirkungen, die der Struktur Stabilität verleihen. Abbildung 4-20 zeigt die Stabilisierung einer Faltung in einer Polypeptidkette durch die hydrophobe Assoziation zwischen zwei Valinseitenketten.

Da sie kovalent sind, sind Disulfidbrücken die stärksten Bindungen, die zwischen einem Teil einer Polypeptidkette und einem anderen gebildet werden. Die Art und Ausbildung dieser Bindungen wurde bereits im Zusammenhang mit der primären Proteinstruktur diskutiert (so). Solche Bindungen können zwischen Cysteinresten in verschiedenen Regionen eines Polypeptids (und auch zwischen Cysteinresten in verschiedenen Polypeptidketten eines Proteins, siehe unten) gebildet werden. Disulfidbrücken leisten dort, wo sie vorkommen, einen erheblichen stabilisierenden Einfluss auf die Tertiärstruktur.

Die vier gerade diskutierten Klassen von Bindungen sind zusammen in der verallgemeinerten tertiären Proteinstruktur in Abbildung 4-21 dargestellt. Bei der Untersuchung dieses Diagramms ist es wichtig zu beachten, dass Bindungen, die die Tertiärfaltung stabilisieren, gleichzeitig die Sekundärstruktur stabilisieren können.

Zum Beispiel verhindern die Disulfidbrücke und die hydrophoben und elektrostatischen Bindungen, die die obere und mittlere Helice des in Abbildung 4-21 gezeigten Proteins parallel halten, auch das Abwickeln dieser beiden Helices. Im Allgemeinen können daher spezifische Wechselwirkungen zwischen einem Teil eines Proteins und einem anderen eine stabilisierende Rolle auf mehr als einer Ebene der Proteinstruktur spielen.

Quartäre Proteinstruktur:

Viele Proteine ​​bestehen aus mehr als einer Polypeptidkette. Bei Proteinen, die aus zwei oder mehr Polypeptidketten aufgebaut sind, bezieht sich die Quartärstruktur auf die spezifische Orientierung dieser Ketten zueinander und die Art der Wechselwirkungen, die diese Orientierung stabilisieren. Die einzelnen Polypeptidketten des Proteins werden üblicherweise als seine Untereinheiten bezeichnet. Tabelle 4-4 listet einige repräsentative Proteine ​​auf, die aus Untereinheiten bestehen, und gibt ihre Nummern, Bezeichnungen und Molekulargewichte an.

Wie aus dieser Probenahme ersichtlich ist, können Proteine ​​entweder eine kleine Anzahl großer Untereinheiten (z. B. Thyreoglobuliri), eine große Anzahl kleiner Untereinheiten (z. B. Apoferritin) oder eine beliebige Zwischenkombination enthalten. Darüber hinaus sind in einigen Proteinen die Untereinheiten Polypeptidketten, deren Primärstrukturen zueinander identisch sind (z. B. L-Arabinose-Isomerase), während in anderen die Untereinheiten unterschiedlich sind (z. B. Immunglobulin G).

Dieselben Wechselwirkungen, die zur Stabilität der tertiären Proteinstruktur beitragen, dienen auch zur Stabilisierung der quartären Assoziation von Untereinheiten, nämlich ionische Bindungen, Wasserstoffbrücken, hydrophobe Bindungen und Disulfidbrücken. Viele zelluläre Enzyme bestehen aus Untereinheiten, und die resultierende Quartärstruktur ist von grundlegender Bedeutung für die Regulation der Enzymaktivität.

Die Molekulargewichte von Proteinen, die aus Untereinheiten bestehen, sind oft groß genug, um die Moleküle zu sehen und durch Elektronenmikroskopie von negativ gefärbten Präparaten zu untersuchen. Die Elektronenmikroskopie liefert somit zusätzliche Informationen über die Quartärstruktur, denn oft ist es möglich, die Anzahl und Ausrichtung der Untereinheiten des Proteins zu erkennen. Die Organisation der Untereinheiten des Enzyms L-Arabinose-Isomerase ist in den elektronenmikroskopischen Aufnahmen von Fig. 4-22 ziemlich offensichtlich.

Zu den Proteingruppen, deren Quartärstrukturen umfassend untersucht wurden, gehören Hämoglobine und Immunglobuline. Über die Chemie, Organisation und Funktionen der Mitglieder dieser beiden Gruppen ist wahrscheinlich mehr bekannt als über alle anderen Proteine ​​zusammen.


POLYMERASE KETTENREAKTION

Die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) ist eine robuste Technik zur selektiven Amplifikation eines bestimmten DNA-Segments in vitro.[1] Die PCR wird auf einem Thermocycler durchgeführt und umfasst drei Hauptschritte: (1) Denaturierung der dsDNA-Matrize bei 92�ଌ, (2) Annealing der Primer bei 50�ଌ und (3) Verlängerung der dsDNA Moleküle bei ca. 72ଌ. Diese Schritte werden für 30� Zyklen wiederholt.

Zu den verschiedenen chemischen Komponenten der PCR gehören MgCl2, Puffer (pH: 8,3𠄸.8), Desoxynukleosidtriphosphate (dNTPs), PCR-Primer, Ziel-DNA und thermostabile DNA-Polymerase.[2]

Zielsequenz ist die Sequenz innerhalb der DNA-Matrize, die durch PCR amplifiziert wird.[2]

PCR-Primer sind einzelsträngige DNA (normalerweise 18� Nukleotide lang), die mit den Sequenzen an den Enden der oder innerhalb der Ziel-DNA übereinstimmen, und diese werden benötigt, um die DNA-Synthese in der PCR zu starten.[2]


Was ist extrazelluläre Flüssigkeit?

Die extrazelluläre Flüssigkeit (ECF) bezieht sich auf die gesamte Flüssigkeit außerhalb der Zelle. Gewebeflüssigkeit und Plasma sind die beiden Hauptkomponenten der ECF. Die Liquor cerebrospinalis, die sich in den Hohlräumen des Gehirns und des Rückenmarks befindet, ist auch in der extrazellulären Flüssigkeit enthalten. Die Zusammensetzung der intrazellulären und extrazellulären Flüssigkeit unterscheidet sich durch das Vorhandensein einer hohen Konzentration von Natriumionen und einer niedrigen Konzentration von Kaliumionen in der extrazellulären Flüssigkeit. Die extrazelluläre Flüssigkeit wird von Zellen in verschiedenen Geweben abgesondert, um eine konstante Umgebung in der Zellumgebung aufrechtzuerhalten und die zellulären Operationen dieses speziellen Gewebes zu unterstützen. Das Gesamtvolumen der extrazellulären Flüssigkeit beträgt etwa 15 Liter, die Gewebeflüssigkeit umfasst 12 Liter und das Plasma umfasst 3 Liter davon. Die Flüssigkeitssuspensionen, die jedes Gewebe umgeben, werden als bezeichnet extrazelluläre Matrix (ECM). Der Inhalt der Körperflüssigkeiten wird in angezeigt Figur 2.

Abbildung 02: Der Inhalt der Körperflüssigkeiten

Gewebeflüssigkeit

Die Gewebeflüssigkeit ist die Flüssigkeit, die die Zellen im Körper mehrzelliger Organismen umspült. Die Gewebeflüssigkeit wird auch als interstitielle Flüssigkeit bezeichnet. Nährstoffe und Sauerstoff werden jeder Zelle im Körper durch die Gewebeflüssigkeit zugeführt, während die Stoffwechselschlacken entfernt werden. Der größte Teil der Gewebeflüssigkeit dient als ECM.

Blutplasma

Das Plasma ist die Flüssigkeit, die sich im Blut befindet. 90% des Plasmas besteht aus Wasser. Blutzellen, Glucose, Proteine ​​wie Fibrinogene, Albumine und Globuline, Sauerstoff, Mineralionen wie Natrium, Kalium, Enzyme und Hormone sind im Plasma suspendiert.

Transzelluläre Flüssigkeit

Transzelluläre Flüssigkeit ist das gesamte Körperwasser, das sich in den mit Epithel ausgekleideten Räumen befindet. Die transzelluläre Flüssigkeit umfasst die Zerebrospinalflüssigkeit, Gelenkflüssigkeit, Augenflüssigkeit und Pleuraflüssigkeit. Die Hauptfunktion der transzellulären Flüssigkeit besteht darin, die Körperhöhlen zu schmieren und Nährstoffe bereitzustellen.


Der Verlust von Neuronen im Gehirn, die Dopamin zur Kommunikation verwenden, ist eines der charakteristischen Merkmale der Parkinson-Krankheit (PD), was zu Langsamkeit, Steifheit, Zittern und Gleichgewichtsproblemen führt. Der Ersatz des Dopamins im Gehirn ist daher eine der wichtigsten Behandlungsstrategien, um die motorischen Symptome der Parkinson-Krankheit zu verbessern. Dopamin selbst durchdringt die Blut-Hirn-Schranke nicht und kann daher nicht zur Behandlung von Parkinson verwendet werden. Stattdessen Levodopa, eine Vorstufe von Dopamin, die tut die Blut-Hirn-Schranke zu überwinden verwendet wird. Wenn Levodopa jedoch allein eingenommen wird, wird es im Blutkreislauf abgebaut, bevor es ins Gehirn gelangt. Daher wird Levodopa normalerweise mit einem anderen Medikament eingenommen, das den Abbau verhindert. In den USA wird die Kombination Carbidopa/Levodopa verwendet. Wenn Levodopa zusammen mit Carbidopa eingenommen wird, können viel niedrigere Levodopa-Dosen eingenommen werden und Nebenwirkungen wie Übelkeit werden minimiert. Carbidopa/Levodopa ist die Hauptstütze der Behandlung von PD und das wirksamste verfügbare Medikament für PD. Die APDA-Forschungsförderung spielte eine Rolle bei der Entdeckung von Levodopa zur Behandlung von Parkinson, als wir in den 1960er Jahren die Arbeit von Dr. George C. Cotzias finanzierten.

Trotz der häufigen und weit verbreiteten Anwendung zur Behandlung von Parkinson haben unsere Leser häufig Fragen zur Carbidopa/Levodopa-Therapie. Diese Woche werde ich einige dieser häufigen Fragen ansprechen, die uns von Lesern wie Ihnen gesendet wurden. (Wenn Sie Fragen haben oder ein Blog-Thema vorschlagen möchten, lassen Sie es uns wissen!)

Allgemeine Fragen zu Carbidopa/Levodopa

Gibt es irgendwelche negativen Aspekte, die ich berücksichtigen sollte, wenn ich die Behandlung mit Carbidopa/Levodopa verschieben möchte? Das einzige Symptom, das ich derzeit bemerke, ist Zittern, das meine nicht dominante Hand betrifft und meine täglichen Funktionen nicht beeinträchtigt. Ich habe keine Probleme mit meinem Gehen oder Gleichgewicht und ich trainiere jeden Tag.

Im Allgemeinen gibt es keine Nachteile, wenn Levodopa zur Behandlung eines Zitterns verschoben wird, das die Funktion nicht beeinträchtigt. Bitte besprechen Sie mit Ihrem Neurologen oder Physiotherapeuten, ob Sie ohne Medikamente effektiv und bis zu Ihren maximalen Fähigkeiten trainieren können. Wenn Sie unbehandelt nicht in der Lage sind, sich maximal zu bewegen, sollten Sie die Einnahme von Medikamenten in Betracht ziehen.

Behandelt Carbidopa/Levodopa das Fortschreiten der Parkinson-Krankheit?

Carbidopa/Levodopa ändert nach unserem Kenntnisstand leider nichts am Fortschreiten der Parkinson-Krankheit, sondern behandelt lediglich die Symptome. Es ist am besten geeignet, die Langsamkeit und Steifheit von Parkinson zu behandeln, aber in vielen Fällen Fälle, behandelt auch das Zittern.

Behandelt Carbidopa/Levodopa den Tremor im Zusammenhang mit Parkinson?

Die Antwort ist, manchmal. Bei vielen Menschen ist Carbidopa/Levodopa sehr wirksam bei der Kontrolle des Tremors der Parkinson-Krankheit. Bei manchen Menschen scheint Carbidopa/Levodopa jedoch nicht viel beim Zittern zu helfen. Da ein Zittern in Ruhe vorhanden ist und oft verschwindet, wenn die Person die Extremität benutzt, kann ein Zittern eher ein Ärgernis als eine Ursache für eine Behinderung sein. Aus diesem Grund konzentrieren sich viele Spezialisten für Bewegungsstörungen darauf, ob das Carbidopa/Levodopa die Symptome hilft, die tun die Behinderung verursachen, nämlich Steifheit und Langsamkeit. Es sollte auch beachtet werden, dass für Menschen, deren Tremor sich durch Medikamente nicht bessert, die Tiefe Hirnstimulation (DBS) als Behandlungsoption in Betracht gezogen werden kann. Weitere Informationen zu diesem Verfahren finden Sie in unserem Webinar zur Tiefenhirnsimulation.

Es gibt so viele verschiedene Versionen von Carbidopa/Levodopa. Können Sie die Unterschiede erklären?

Es gibt tatsächlich viele Formulierungen von Carbidopa/Levodopa. Dies ist sehr vorteilhaft, da es Ärzten viele Behandlungsmöglichkeiten bietet, während sie versuchen, die beste Formulierung für jeden einzelnen Patienten zu finden. Nachfolgend sind die Markennamen der verschiedenen verfügbaren Carbidopa/Levodopa-Optionen aufgeführt:

  • Sinemet – die Originalformulierung
  • Sinemet CR – eine Formulierung, die für eine kontrollierte Freisetzung (CR) entwickelt wurde und länger hält als eine Dosis von Sinemet
  • Stalevo – ein Kombinationsmedikament aus Carbidopa/Levodopa und Entacapon, das länger anhält als Carbidopa/Levodopa allein
  • Rytary – eine Formulierung, die langsamer aus dem Magen freigesetzt wird als normales Sinemet
  • Duopa – ein Gel, das während der Wachstunden kontinuierlich in den Dünndarm gepumpt wird
  • Parcopa – eine Formulierung, die sich im Mund auflöst. Es wird zwar im Darm resorbiert, muss aber nicht im Magen abgebaut werden, sodass die Wirkung des Medikaments etwas schneller einsetzt als bei normalem Sinemet
  • Inbrija – eine neu zugelassene Inhalationsformulierung (enthält nur Levodopa), die für einen schnelleren Wirkungseintritt entwickelt wurde und als Notfalldosis verwendet wird, wenn eine geplante Dosis nicht wirksam genug ist

Weitere Informationen zu PD-Medikamenten finden Sie in unserem Angebot.

Nebenwirkungen der Einnahme von Carbidopa/Levodopa

Bei mir wurde neu die Parkinson-Krankheit diagnostiziert und ich habe gerade mit Carbidopa/Levodopa begonnen. Ich habe jedoch das Gefühl, dass ich mich durch das Medikament schlechter fühle als meine ursprünglichen Symptome. Kann Carbidopa/Levodopa die Parkinson-Krankheit verschlimmern?

Carbidopa/Levodopa kann definitiv eine Reihe von Nebenwirkungen wie Übelkeit, Müdigkeit und Schwindel haben. Ihr Neurologe wird versuchen, eine Dosis zu finden, die Ihren Parkinson-Symptomen hilft, aber keine Nebenwirkungen verursacht. Carbidopa/Levodopa verschlimmert Ihre PD wahrscheinlich nicht per se, aber es klingt insgesamt so, als ob Sie sich bei dieser Dosis schlechter fühlen als bei keinem Medikament. Sie sollten dieses Problem mit Ihrem Neurologen besprechen, der möglicherweise eine Änderung Ihrer Medikamentendosis in Betracht zieht.

Mein Mann hat seit etwa 10 Jahren PD. In letzter Zeit hatte er nach einer Levodopa-Dosis erhebliche Körper-, Arm- und Fingerbewegungen, die sich kurz vor der nächsten Dosis besserten. Gibt es eine Behandlung für diese abnormalen Bewegungen?

Es hört sich so an, als könnten diese Bewegungen Levodopa-induzierte Dyskinesien sein, eine Nebenwirkung von Levodopa, die fremde, tänzerische Bewegungen verursacht. Die erste Frage, die Sie sich stellen sollten, ist: Stören die Bewegungen Ihren Mann oder machen Sie ihn unausgeglichener? Wenn ihn die Bewegungen nicht stören und seine Funktion nicht beeinträchtigen, wäre es nicht falsch, seine Carbidopa/Levodopa-Dosis unverändert zu lassen. Wenn ihn die Bewegungen stören, kann sein Neurologe erwägen, sein Carbidopa/Levodopa zu senken, aber nur, wenn er eine Senkung tolerieren kann. Möglicherweise benötigt er seine aktuelle Dosis, um Mobilität zu erreichen. Wenn sein Carbidopa/Levodopa nicht gesenkt werden kann und Dyskinesien störend sind, gibt es zwei Medikamente, die versucht werden können, Levodopa-induzierte Dyskinesien zu behandeln: Amantadin und Amantadin CR. Der Neurologe Ihres Mannes könnte erwägen, eines dieser Medikamente zu nehmen, um die Bewegungen zu kontrollieren.

Mir wurde geraten, mein Carbidopa/Levodopa mindestens 30 Minuten nach einer Mahlzeit einzunehmen. Dies verursachte bei mir jedoch viel Übelkeit und Magenverstimmung, so dass ich das Medikament jetzt zu den Mahlzeiten nehme, was für mich viel besser ist. Ist das in Ordnung?

Die Einnahme von Carbidopa/Levodopa zu den Mahlzeiten ist unproblematisch, abgesehen von einer möglicherweise reduzierten Resorption – in der Regel nur in Gegenwart von Nahrungseiweiß und selbst dies nur bei einer Untergruppe von Patienten. Wenn Sie feststellen, dass das Medikament bei Ihnen gut wirkt, wenn Sie es zusammen mit einer Mahlzeit einnehmen, können Sie mit dem fortfahren, was Sie tun. Es ist immer ratsam, mit Ihrem Arzt über alle Probleme zu sprechen, die Sie mit Ihren Medikamenten haben, und mögliche Änderungen der Dosierung oder des Zeitpunkts zu besprechen.

Mir ist aufgefallen, dass ich zunehmend Probleme mit meinen Symptomen habe, wenn ich eine proteinhaltige Mahlzeit zu mir nehme. Wie stelle ich meine Ernährung darauf ein?

Nahrungsproteine ​​können bei manchen Menschen die Aufnahme von Carbidopa/Levodopa beeinträchtigen. Dies wird als „Proteineffekt“ bezeichnet. Die zwei Möglichkeiten, Ihre Ernährung anzupassen, sind:

  • Nimm dein tägliches Protein am Ende des Tages zu dir, damit du während deiner aktiven Zeit nicht den Proteineffekt hast
  • Verteilen Sie Ihr Protein gleichmäßig über den Tag – auf diese Weise sollte die Medikamentenaufnahme theoretisch über den Tag hinweg ähnlich sein. Dies wirft die Frage auf, wie man das macht – wie man einschätzt, wie viel Protein in jedem Lebensmittel enthalten ist, das man essen möchte, um das Protein gleichmäßig zu verteilen. Aus diesem Grund verweise ich Sie auf eines der APDA-Webinare, in denen Ernährungsfragen im Zusammenhang mit PD erörtert werden, einschließlich der Proteinwirkung und der Einschätzung des Proteins in verschiedenen Lebensmitteln. Ernährungsfragen werden in der zweiten Hälfte des Webinars behandelt.

Carbidopa/Levodopa Dosierung

Ich nehme Carbidopa/Levodopa 25/100. Was bedeuten die Zahlen 25 und 100?

Sie nehmen eine Kombinationspille aus Carbidopa 25 mg und Levodopa 100 mg ein. Ohne Carbidopa würde das Levodopa im Körper abgebaut, bevor es ins Gehirn gelangen kann. Das Carbidopa hemmt das Enzym, das Levodopa abbaut. Es gibt verschiedene Formulierungen von Carbidopa/Levodopa und Ihr Arzt wird Ihnen die Dosierung und Formulierung verschreiben, die für Ihre spezielle Situation am besten geeignet sind.

Was ist die maximale Dosis von Carbidopa/Levodopa, die bei Parkinson angewendet werden kann?

Die Dosierungen von Carbidopa/Levodopa variieren erheblich zwischen den Menschen. Patienten können 300 mg pro Tag einnehmen, und einige wenige nehmen sogar 3.000 mg pro Tag ein. Um die richtige Dosis für Sie zu bestimmen (d.h. wie viel Medikament Sie in einer Dosis einnehmen müssen, wie viele Dosen Sie täglich einnehmen und wie viel Zeit zwischen den einzelnen Dosen liegen sollte), sollten Sie und Ihr Arzt Folgendes besprechen:

  • Welche (falls vorhanden) positiven Auswirkungen hat Carbidopa/Levodopa auf Ihre Symptome?
  • Wie lange dauert es, bis eine Dosis wirkt?
  • wie lange die Wirkung einer Dosis bei Ihnen anhält
  • die Nebenwirkungen, die das Medikament verursacht (einschließlich, aber nicht beschränkt auf: Übelkeit, niedriger Blutdruck, Halluzinationen, Müdigkeit und durch Carbidopa/Levodopa induzierte Dyskinesien. Denken Sie daran, dass jede mögliche Nebenwirkung nur bei einer Untergruppe von Patienten auf der Medikation)

Basierend auf den Antworten auf diese Fragen kann Ihre Dosis angepasst werden.

Mir wurde gesagt, dass Carbidopa/Levodopa nur für eine bestimmte Anzahl von Jahren wirkt und dann aufhört zu wirken. Ist das wahr?

Es stimmt, dass Menschen mit Parkinson im Laufe der Zeit dazu neigen, mehr Carbidopa/Levodopa einzunehmen. Der Grund dafür ist, dass mit fortschreitender Parkinson-Krankheit weniger dopaminerge Neuronen im Gehirn vorhanden sind, die ihr eigenes Dopamin produzieren können. Eine Person mit Parkinson benötigt im Laufe der Zeit tendenziell mehr Medikamente, die Dopamin enthalten, um diese Veränderungen auszugleichen. Wenn Sie im Laufe der Zeit mehr Carbidopa/Levodopa benötigen, bedeutet dies nicht, dass das Medikament nicht mehr wirkt, sondern dass sich die Krankheit verändert.

Darüber hinaus kann eine Person mit fortschreitender Parkinson-Krankheit beginnen, mehr Symptome zu entwickeln, die nicht auf Carbidopa/Levodopa ansprechen. Carbidopa/Levodopa behandelt am besten die motorischen Symptome von Parkinson – hauptsächlich Langsamkeit, Steifheit und Zittern. Einige motorische Symptome, wie Gleichgewichtsstörungen, sprechen nicht so gut auf Carbidopa/Levodopa an. Nicht-motorische Symptome wie Müdigkeit, Depression, Schlafstörungen, kognitive Schwierigkeiten, Blutdruckschwankungen, Harnprobleme und Verstopfung sprechen ebenfalls nicht auf Carbidopa/Levodopa an und können im Laufe der Zeit mehr Behinderungen verursachen als motorische Probleme. Die Wahrnehmung kann sein, dass Carbidopa/Levodopa im Laufe der Zeit nicht wirksam ist, obwohl tatsächlich neue Symptome aufgetreten sind, die mit Carbidopa/Levodopa nicht behandelt werden können.

Ich habe PD seit ungefähr 10 Jahren. Im Laufe der Jahre hat sich die Wirkdauer einer bestimmten Dosis von Carbidopa/Levodopa verkürzt. Früher hielt eine Dosis fünf Stunden, aber neuerdings hält sie fast drei Stunden an. Außerdem wirkt meine Dosis manchmal überhaupt nicht. Was ist los?

Diese veränderliche Reaktion auf Medikamente ist bekannt als Motorschwankungen und kann eine sehr große Herausforderung bei der Behandlung von Parkinson sein, wenn die Krankheit fortschreitet. Es gibt viele Strategien, mit denen Ihr Arzt versuchen kann, eine Medikamentendosis zu verlängern und Ihre Reaktion auf Medikamente über den Tag hinweg auszugleichen. Zu diesen Strategien gehören die Änderung des Zeitpunkts oder der Stärke einer Dosis, die Verwendung verschiedener Formulierungen von Carbidopa/Levodopa oder das Hinzufügen anderer Medikamente. Alle diese Strategien sind in einem kürzlich erschienenen APDA-Webinar zur Verbesserung der Kommunikation zusammengefasst.

Wir stellen eine einfachere Möglichkeit vor, Ihre Symptome zu verfolgen und Ihre Pflege zu verwalten.

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Tipps und Takeaways

  • Carbidopa/Levodopa ist nach wie vor das wirksamste Medikament zur Behandlung der motorischen Symptome der Parkinson-Krankheit, doch trotz der weit verbreiteten Anwendung haben die Menschen viele Fragen. Zögern Sie nie, Ihren Arzt nach Ihren Medikamenten zu fragen.
  • Informieren Sie Ihren Neurologen unbedingt über alle Ihre Symptome, da einige Nebenwirkungen von Carbidopa/Levodopa sein können. Die Anpassung der Medikamentendosis und des Zeitpunkts kann helfen, viele Nebenwirkungen zu reduzieren.
  • Es gibt viele verschiedene Formulierungen von Carbidopa/Levodopa. Ihr Arzt wird mit Ihnen zusammenarbeiten, um das beste Mittel für Ihre Symptome auszuwählen.
  • Eine Anpassung Ihrer Ernährung kann zu einer verbesserten Aufnahme von Carbidopa/Levodopa beitragen.

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APDA Vizepräsident und Chief Scientific Officer

Dr. Gilbert erhielt ihren Doktortitel am Weill Medical College der Cornell University in New York und promovierte in Zellbiologie und Genetik an der Weill Graduate School of Medical Sciences. Anschließend absolvierte sie eine Facharztausbildung für Neurologie sowie eine Ausbildung zum Movement Disorders Fellowship am Columbia Presbyterian Medical Center. Bevor sie zu APDA kam, war sie außerordentliche Professorin für Neurologie am NYU Langone Medical Center. In dieser Funktion sah sie Patienten mit Bewegungsstörungen, initiierte und leitete das NYU Movement Disorders Fellowship, nahm an klinischen Studien und anderen Forschungsinitiativen für Parkinson teil und hielt zahlreiche Vorträge über die Krankheit.

HAFTUNGSAUSSCHLUSS: Alle medizinischen Informationen, die über diesen Blog verbreitet werden, dienen ausschließlich der Bereitstellung von Informationen für das Publikum und sind nicht als medizinische Beratung gedacht. Unsere medizinischen Fachkräfte können keine Behandlung empfehlen oder Diagnosen stellen, können aber auf allgemeine Fragen antworten. Wir empfehlen Ihnen, spezifische Fragen an Ihren persönlichen Gesundheitsdienstleister zu richten.

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Teil 2: Qualitätskontrolle der Proteinlokalisierung

00:00:13.03 Hallo.
00:00:14.03 Mein Name ist Manu Hegde.
00:00:15.03 Ich bin Gruppenleiterin am MRC Laboratory of Molecular Biology in Cambridge, England, und
00:00:20.10 heute werde ich mit Ihnen darüber sprechen, wie die Proteinlokalisierung auf Fehler und Ausfälle überwacht wird.
00:00:26.09 Nun, das ist der zweite Teil eines Dreier-Sets. einer Reihe von drei Vorträgen, und im ersten
00:00:31.24 Teil Ich gab Ihnen eine Geschichte darüber, wie die Grundprinzipien der Proteinlokalisierung entdeckt wurden.
00:00:38.18 In einer Zelle gibt es zum Beispiel viele verschiedene Kompartimente – Peroxisomen, Mitochondrien,
00:00:44.13 ER und so weiter -- und was ich besprochen habe, waren die Grundprinzipien, nach denen Proteine ​​sind
00:00:50.11 selektiv zwischen diesen verschiedenen Fächern getrennt.
00:00:53.22 Und die Idee ist, dass, während Proteine ​​synthetisiert werden oder kurz nach ihrer Synthese,
00:00:59.19 bestimmte Sequenzen darin werden erkannt, und diese Sequenzen werden dann erkannt von
00:01:06.16 Maschinerie, die sie zu diesen verschiedenen Organellen bringt.
00:01:09.18 So schön dieses System auch ist, es stellt sich heraus, dass das System von Zeit zu Zeit ausfällt
00:01:16.00 kann man nicht nur genetische Mutationen in einem Protein haben, zum Beispiel in der Signalsequenz,
00:01:20.14, das könnte dazu führen, dass es nicht richtig transloziert wird, aber Sie könnten sogar genetische haben
00:01:25.03 Mutationen in der Maschinerie, die das Targeting auf diese verschiedenen Organellen vermittelt.
00:01:30.08 Wie geht die Zelle dann mit diesen Fehlern um?
00:01:33.17 Und tatsächlich war dies kein Problem, das während des Großteils des Teils wirklich berücksichtigt wurde.
00:01:39.06 der Zeit, in der die Maschinerie für das Zielen und die Translokation entschlüsselt wurde.
00:01:44.03 Also, was ich dir erzählen werde, ist wirklich meine eigene persönliche Erfahrung mit dem Wie
00:01:48.15 wurde uns klar, dass die Proteinsegregation in Organellen tatsächlich fehleranfällig sein könnte
00:01:54.03 mit einer höheren Rate, als wir wirklich schätzen, warum wir dies für wichtig halten und was die
00:01:58.20 Konsequenzen sind und vor allem, wie die Zelle Mechanismen entwickelt hat, um damit umzugehen
00:02:05.05 Fehler bei der Proteinlokalisierung.
00:02:08.07 Die Geschichte beginnt also, als ich ein Doktorand an der UCSF war, und als ich an der UCSF war ich
00:02:15.09 trat einem Labor bei, dem Labor von Vishu Lingappa, das sich dafür interessierte, wie Proteine ​​in den
00:02:20.24 Endoplasmatisches Retikulum.
00:02:22.14 Jetzt die Notaufnahme. und ein Bild des ER in einer typischen Gewebekulturzelle ist hier gezeigt.
00:02:28.21 ist eine riesige Organelle, die distr. das ist in der ganzen Zelle verteilt, und die Typen
00:02:33.23 der Proteine, die in das ER gelangen, sind Proteine, die sich schließlich auf der Membran befinden müssen
00:02:39.10 der Zelloberfläche oder verschiedener intrazellulärer Membranen, oder nach außen abgesondert werden
00:02:44.08 der Zelle.
00:02:45.13 Und was passiert, ist, dass diese Proteine ​​von zytosolischen Ribosomen synthetisiert werden, die
00:02:51.03 werden selektiv an die Oberfläche des ER gebracht, wo die Proteine ​​entweder importiert werden
00:02:55.09 durch die Membran oder in die Membran eingeführt, bevor sie zu anderen Teilen der Zelle transportiert wird.
00:03:01.19 Und so war dieser Prozess historisch. wurde untersucht, um die Mechanismen zu verstehen
00:03:07.03 der Funktionsweise dieser Ereignisse besteht darin, zu versuchen, einige dieser Ereignisse wie die Translokation zu rekonstruieren
00:03:13.03 eines Proteins durch die Membran, in einem Reagenzglassystem.
00:03:17.16 Die Idee ist also, dass, wenn Sie die an einem solchen Prozess beteiligten Komponenten auseinandernehmen könnten,
00:03:22.05 Sie verstehen vielleicht die Maschinerie, die das funktioniert.
00:03:24.23 Also besprach ich einige der Experimente, die dazu führten. äh. die Grundprinzipien
00:03:29.06 im ersten Teil des Gesprächs, und das ist die Art von Experiment, die wir machen würden
00:03:33.11 im Labor, als ich Student war.
00:03:36.02 Dieses System enthält also ein Zytosol, das alle Faktoren enthält, die für die Proteinsynthese benötigt werden.
00:03:43.21 Wir würden eine radioaktiv markierte Aminosäure hinzufügen, das ist. das ist normalerweise S-35-Methionin,
00:03:50.12 und wenn Sie den Proteinimport untersuchen möchten, würden Sie eine Quelle von ER-Vesikeln hinzufügen, die
00:03:55.21 wird normalerweise aus der Bauchspeicheldrüse isoliert.
00:03:58.06 Und Sie können diese sowie viele andere Komponenten des Systems manipulieren
00:04:01.20, um zu versuchen, die Prozesse zu sezieren.
00:04:03.21 Natürlich wurde der Prozess der Proteintranslokation historisch mit Modellproteinen untersucht
00:04:10.01 das. die eine Translokation recht effizient durchlaufen.
00:04:14.01 Ein solches Modellsystem, das ausgiebig untersucht wurde, ist das Hormon Prolaktin.
00:04:21.00 Und was passiert also, wenn Sie so etwas synthetisieren.ein solches Protein in diesem In-vitro-Lysat
00:04:26.04 ist, wenn Sie das Protein ohne ER-Membranen synthetisieren - das ist also vollständig gezeigt
00:04:31.02 auf der linken Seite hier - Sie erhalten ein Produkt, das als Vorläufer bezeichnet wird, und das liegt daran,
00:04:36.18 Ohne Platz für dieses Protein wird es synthetisiert und im Zytosol zurückgehalten
00:04:41.23 wo es noch sein Signalpeptid enthält.
00:04:44.20 Wenn Sie jedoch eine vollständige Reaktion haben, die alle Faktoren enthält, dann ist das Protein
00:04:49.23 wird erfolgreich in die Notaufnahme importiert, wo dieses Signalpeptid entfernt wird und Sie erhalten
00:04:55.14 eine reife Form des Proteins.
00:04:57.21 Das macht also durchaus Sinn und man kann natürlich zeigen, dass dieses Protein in
00:05:02.01 das Lumen der Notaufnahme, denn wenn man diese Probe mit Protease verdaut, behält man
00:05:08.14 Schutz dieses Produkts, und das liegt daran, dass es im Lumen dieser Vesikel geschützt ist.
00:05:13.18 Und wenn Sie Protease in Gegenwart eines Detergens hinzufügen, ist diese leere Spur vorbei
00:05:17.14 hier, dann ist alles verdaut.
00:05:19.24 Das sieht also gut aus, und genau dieses System wurde verwendet, um den Ablauf der Ereignisse zu sezieren
00:05:25.04, die zum Targeting und zur Translokation eines solchen Proteins durch die Membran führen.
00:05:30.04 Gelegentlich möchten Sie sich vielleicht Nicht-Modellproteine ​​ansehen.
00:05:34.20 Warum sollten Sie das tun?
00:05:36.03 Nun, einer der Hauptgründe, warum Sie sich andere Proteine ​​ansehen, ist, ob sie besonders sind
00:05:40.17 aus anderen Gründen interessant, zum Beispiel wegen ihrer physiologischen Bedeutung, oder vielleicht sind sie
00:05:45.15 an Krankheiten beteiligt.
00:05:47.12 Und als ich in Vishus Labor war, war eines der Labore auf der anderen Seite der Halle Stan Prusiner
00:05:51.18 Labor, und das Prusiner-Labor war sehr interessiert an einer Reihe von neurodegenerativen Erkrankungen namens
00:05:56.18 Prionenkrankheiten.
00:05:58.08 Und dies schien eine sehr faszinierende Reihe von Krankheiten zu sein, die sich irgendwie darum drehten
00:06:02.15 Proteinfehlfaltung.
00:06:04.00 Also beschloss Vishu irgendwann zu versuchen zu sehen, was mit Prionenprotein passiert, wenn
00:06:09.02 es wird zuerst synthetisiert.
00:06:11.03 Und es wurde angenommen, dass es die Notaufnahme betritt, weil es schließlich an die Oberfläche der Zelle geht,
00:06:16.23 und so haben wir uns gefragt, wie funktioniert es normalerweise, wenn es zum ersten Mal hergestellt wird?
00:06:22.10 Und man bekommt ein etwas überraschendes Ergebnis.
00:06:25.22 Also, hier ist ein Experiment, in dem Sie Prionenprotein synthetisieren und in der ersten Spur haben Sie
00:06:30.18 die komplette Reaktion.
00:06:32.00 Und natürlich ist das Hauptprodukt erwartungsgemäß das ausgereifte Produkt, das entsprechende
00:06:37.03 zu dem Protein, das die Membran passiert und sein Signalpeptid verarbeitet.
00:06:41.18 Aber was Sie sehen ist, dass ein bisschen Vorläufer übrig ist.
00:06:45.18 Also, das war bei Prolaktin nicht ganz zu sehen, das schien etwas effizienter zu sein, also
00:06:50.18 Das deutete wirklich darauf hin, dass dieser Vorläufer ein wenig ineffizient war
00:06:55.18 wurde teilweise im Zytosol zurückgehalten.
00:06:57.19 Aber etwas überraschender sind diese schwachen Streifen, die näher zu sehen sind
00:07:02.06 die Unterseite des Gels, und diese wurden erzeugt, als Sie die Probe mit Protease behandelten.
00:07:07.14 Und was dann passiert, ist, dass ein Teil des Proteins zu kleineren Fragmenten verdaut wird.
00:07:12.17 Es brauchte ein wenig Detektivarbeit, um genau herauszufinden, was diese Fragmente sind
00:07:16.17 waren, aber sie stellen sich als Transmembranformen des Proteins heraus.
00:07:20.23 Der Grund, warum sie diese Fragmente erzeugen, ist, dass der zytosolische Teil davon verdaut wird
00:07:25.15 durch Protease, hier und hier, wobei die anderen Teile vor Protease geschützt bleiben.
00:07:32.00 Und da diese geschützten Fragmente leicht unterschiedliche Größen haben, erhalten Sie zwei verschiedene
00:07:36.10 Bänder am unteren Rand des Gels.
00:07:38.06 Also, was war hier genau los?
00:07:40.14 Und ein bisschen mehr Detektivarbeit aus verschiedenen Experimenten, die ich demonstriert habe
00:07:46.06 was passiert ist, dass es diese Region des Proteins gab, die leicht war
00:07:52.05 hydrophob, also schaut man sich diese hydrophobe Region an und sie hat eine Menge Rückstände, die
00:07:56.22 sind mäßig hydrophob, wie Alanin, und einige, die hydrophober sind,
00:08:01.00 wie Leucin oder Valin.
00:08:02.21 Und es stellt sich heraus, dass diese Sequenz fast wie ein Transmembransegment aussieht.
00:08:08.10 Was also zu passieren schien, ist, dass, wenn Sie es in diesem In-vitro-System schaffen,
00:08:13.00 die Komponenten in diesem System scheinen nicht zu erkennen, dass dieses Protein transloziert werden sollte
00:08:19.04 durch die Membran und eine kleine Menge davon wird in die Doppelschicht eingefügt.
00:08:25.02 Also, zu diesem Zeitpunkt waren dies nur die ersten Experimente, die ich gemacht habe, als ich das erste Mal war
00:08:29.21 angefangen im Labor, und ich dachte, dass es sehr interessant wäre, das herauszufinden
00:08:34.13 wie diese Formulare generiert werden, weil es sehr interessant erschien.
00:08:38.15 Es war anders als das Modellprotein Prolaktin und ich wollte nicht nur die Sequenz herausfinden
00:08:43.06 von Ereignissen, die dazu geführt haben. diese Transmembranformen, sondern die beteiligten Faktoren zu identifizieren
00:08:48.03 bei der Herstellung.
00:08:49.11 Also, das habe ich für meine Doktorarbeit vorgeschlagen, und als ich dann ging und dies vorgeschlagen habe
00:08:55.00 mein qualifizierender Prüfungsausschuss hielten es für eine schreckliche Idee.
00:08:58.19 Und natürlich hatten sie Recht, denn schließlich hatte man diese Formen nur in gesehen
00:09:04.00 diese In-vitro-Reaktion.
00:09:05.08 Die In-vitro-Reaktion erscheint aus einer bestimmten Perspektive sehr seltsam, da sie aus A besteht
00:09:11.00 Lysat aus Retikulozyten, Membranen, die aus der Bauchspeicheldrüse stammen. während das Prionprotein
00:09:16.10 wird hauptsächlich in Neuronen exprimiert.
00:09:18.15 Und so war es. Es wurde angenommen, dass dies mit ziemlicher Sicherheit Artefakte waren und ich dann
00:09:23.16 meine Eignungsprüfungen nicht bestanden.
00:09:25.13 Also, was sollte ich tun?
00:09:27.19 Nun, die Sorge war, dass dies für alles biologisch Bedeutsame wirklich irrelevant war,
00:09:33.19 also wollte ich natürlich wirklich sehen, ob das so ist oder nicht.
00:09:37.23 Und so war das Experiment dann, da wir wussten, was dazu geführt hat
00:09:43.03 eine Transmembranform, könnten wir diese Region des Proteins nehmen und die Hydrophobie erhöhen
00:09:48.17 von einigen der Aminosäuren -- zum Beispiel wurde dieses Alanin in ein Valin umgewandelt.
00:09:53.09 Und dann, um zu sehen, ob diese Formulare überhaupt wichtig sind, können Sie feststellen, ob diese Änderungen
00:09:59.06 was in einem In-vitro-System zu etwas mehr dieser Transmembranform führte, hatte keine
00:10:03.20 Konsequenz, wenn man es in transgenen Mäusen exprimiert.
00:10:07.13 Und so arbeiteten wir mit dem Prusiner-Labor zusammen, das über großartige Mauseinrichtungen verfügte, um diese auszudrücken
00:10:12.00 in Mäusen und sehen, was passiert.
00:10:14.07 Und natürlich in den paar Jahren, die es gedauert hat, bis diese Mäuse hergestellt wurden
00:10:19.03 und warten, ob sie einen Phänotyp haben, dann ging ich zurück ins Labor und lernte Biochemie
00:10:24.00 und hat tatsächlich etwas daran gearbeitet, herauszufinden, wie diese Formulare erstellt werden.
00:10:28.23 Das Ergebnis war also verblüffend.
00:10:31.05 Zunächst einmal leben Wildtyp-Mäuse oder Mäuse, die überhaupt kein Prion-Protein haben, vernünftig
00:10:36.10 lange leben – sie leben etwa zwei bis drei Jahre.
00:10:39.12 Aber wenn Sie diese Mutationen exprimieren, zum Beispiel diese Alanin-zu-Valin-Mutation oder
00:10:44.17 diese Asparagin-zu-Isoleucin-Mutation, die Mäuse bekamen Neurodegeneration und starben früher
00:10:49.21 und früher.
00:10:51.13 Und ihre Lebenszeit entsprach umgekehrt der Menge dieser Transmembran
00:10:57.00 Formular, das basierend auf unseren In-vitro-Studien erstellt wurde.
00:11:01.10 Und wenn man in die Gehirne dieser Mäuse schaute, schien es, dass sie dies entwickelten
00:11:05.12 Art der spongiformen Neurodegeneration, die bei bestimmten Patienten mit sehr
00:11:11.07 ähnliche Mutationen.
00:11:13.08 Aus diesen Studien können wir also schließen, dass die Zelle anscheinend – oder das Gehirn
00:11:19.05 -- toleriert ein wenig diese Transmembranform, und wenn wir sorgfältige Messungen machten, konnten wir
00:11:23.19 erkennen ein paar Prozent, die in dieser speziellen Transmembranform hergestellt wurden, aber Mutationen, die daraus resultieren
00:11:30.04 in etwas mehr, zum Beispiel statt 2%, reichen 5% aus, um eine Neurodegeneration zu verursachen.
00:11:37.16 Und das war nicht nur bei Mäusen so, sondern es stellte sich heraus, dass bei dieser zentralen Hydrophobie
00:11:41.21 Region gab es eine Reihe von Familien mit Mutationen, die denen sehr ähnlich waren
00:11:46.15 künstliche, die wir gemacht hatten, in denen Reste wie Alanin oder Glycin geändert wurden in
00:11:51.13 weitere hydrophobe Rückstände.
00:11:53.09 Es schien also tatsächlich so, dass die Fehllokalisierung des Proteins in der Membran, als es war
00:11:58.19 nicht in der Membran sein soll, kann schädlich sein, und das hat uns dann ganz schön gemacht
00:12:03.21 etwas mehr daran interessiert, wie dieses Formular tatsächlich generiert wurde.
00:12:08.11 Also habe ich dann natürlich das Labor verlassen und mein eigenes Labor gegründet, und am Anfang Teile von
00:12:15.03 In unseren Studien haben wir dann versucht zu untersuchen, wie diese Transmembranform hier entsteht
00:12:20.20, wenn Sie mit einem Protein beginnen, das gerade synthetisiert wird.
00:12:24.04 Wir wollten also diese Lücke zwischen dem Beginn der Synthese und dem Weg zu dieser schließen
00:12:28.20 Transmembranform.
00:12:30.10 Und so hat Soo Jung Kim, die als erster Postdoc in mein Labor kam, dieses Projekt übernommen, und
00:12:35.24 Was Soo herausfand, war, dass, nachdem Sie anfänglich mit der Herstellung Ihres Proteins begonnen haben, dieses Signalpeptid
00:12:41.18 das Prionprotein wird vom Signalerkennungspartikel SRP erkannt und
00:12:45.19 SRP hat einen Rezeptor an der Brandung. an der Oberfläche des ER namens SRP-Rezeptor, und dann das
00:12:53.18 Protein wird auf den Translokationskanal übertragen.
00:12:57.03 Bis jetzt sieht also alles genauso aus wie bei jedem Modellprotein,
00:13:01.24 und das passiert mit so ziemlich allen Proteinen, die importiert werden sollen
00:13:05.15 im Lumen.
00:13:06.15 Und tatsächlich wäre der nächste Schritt, dass dieses Signal den Sec61-Kanal belegt,
00:13:11.16 diesen Kanal öffnen und das Protein würde durch die Membran gehen.
00:13:14.20 Also, was geschah hier?
00:13:17.09 Bei genauerem Hinsehen stellte sich heraus, dass die Interaktion zwischen Signal und
00:13:22.02 Translokon war etwas dynamischer als beispielsweise das Modellprotein Prolaktin, und
00:13:28.01, also etwa 10-20% der Zeit würde das Signalpeptid nicht richtig angreifen, und dann,
00:13:35.01 Da all diese Ereignisse hier kotranslational ablaufen, läuft das Protein weiter
00:13:40.05 synthetisiert werden und diese hydrophobe Region, die in rot ist, wird synthetisiert und beginnt
00:13:45.18 kommt aus dem Ribosom.
00:13:47.19 Und wenn das passiert, haben Sie jetzt eine hydrophobe Region, die ein bisschen wie eine Transmembran aussieht
00:13:52.14 Segment, direkt neben dem Translokationskanal, der auf Erkennung ausgelegt ist
00:13:57.14 Transmembransegmente.
00:13:59.09 Also, für kurze Zeit fügt sich diese transmembranartige Region über Sec61 in die Membran ein.
00:14:06.09 Die restliche Zeit werden diese fehlgeschlagenen Produkte einfach ins Zytosol freigesetzt und das
00:14:12.04 Zytosolprodukt wird abgebaut.
00:14:15.04 Und so ergab dies eine Abfolge von Ereignissen, wie Sie generieren könnten
00:14:19.18 diese transmembrane Form.
00:14:21.16 Aber es war natürlich ein bisschen rätselhaft, weil. warum solltest du ein Protein haben, dessen Signal
00:14:26.23 Peptid war nicht ideal effizient wie das Prolaktin-Signal?
00:14:31.03 Und was noch rätselhafter war, war, als wir uns das Signalpeptid des Prion-Proteins ansahen
00:14:35.08 von verschiedenen Spezies, zum Beispiel Rinder oder Mäuse, Ratten, Menschen, sie waren immer leicht
00:14:41.17 in etwa im gleichen Maße ineffizient.
00:14:44.03 Es war also unklar, warum dies der Fall sein sollte und wir vermuteten, dass es vielleicht so war
00:14:48.04 bestimmte Bedingungen, unter denen diese Art von Signal von Vorteil war.
00:14:53.07 Und so beschloss Sang-Wook Kang im Labor, dies und das, was Sang gefunden hat, zu untersuchen, und
00:15:00.05 er arbeitete mit Neena Rane, einer weiteren Postdoc im Labor, ist, dass diese dynamische Interaktion
00:15:06.03 führt unter normalen Bedingungen dazu, dass etwa 80-90% des Proteins in das ER gelangen,
00:15:12.10 und ein wenig an das Zytosol abgegeben.
00:15:14.17 Aber unter akuten ER-Stressbedingungen – und was ER-Stress ist, wenn die Faltungsfähigkeit
00:15:20.17 des Lumens der Notaufnahme ist kompromittiert - dann war die Situation anders.
00:15:25.00 Und jetzt wurde ein viel höherer Anteil des Proteins verworfen und es gelangt weniger davon in die
00:15:31.15 Lumen dieser gestressten Notaufnahme.
00:15:34.03 Und es stellt sich heraus, dass dies der Zelle gut tut.
00:15:36.24 Und wir wissen das, weil man das Signalpeptid des Prionproteins ersetzt
00:15:41.05 mit einem viel effizienteren Signalpeptid, dann wird das Protein gezwungen, in die
00:15:45.18 ER und aggregiert unter akutem ER-Stress im Lumen der ER,
00:15:51.20 und das erweist sich als schädlich.
00:15:53.10 Dies lieferte also eine einigermaßen zufriedenstellende Erklärung für mindestens eine Situation, in der
00:15:59.04 Diese Art von Signal ist von Vorteil.
00:16:02.08 Und natürlich werden Proteine ​​wie Prolaktin auch unter Bedingungen konstitutiv transloziert
00:16:09.04 von Notaufnahme-Stress.
00:16:12.05 Was passiert dann, wenn Sie eine chronische Fehltranslokation haben?
00:16:18.08 Und der Grund, warum wir daran interessiert waren, ist, dass wir das unter Stress in der Notaufnahme gezeigt haben
00:16:23.18 Ungefähr 50% des Proteins werden abgestoßen, und es wurde beobachtet, dass bei verschiedenen Krankheiten
00:16:29.17 Bedingungen Zellen erfahren verschiedene Arten von Stress, einschließlich ER-Stress.
00:16:35.02 Und so fragten wir uns, ob chronische Fehltranslokationen, d. h. chronisches Versäumnis, etwa die Hälfte zu importieren
00:16:41.01 das Protein hat keine Konsequenzen.
00:16:43.24 Und was Neena Rane herausfand, als sie eine transgene Maus herstellte, die eine Version ausdrückt
00:16:47.20 des Prion-Proteins mit einem teilweise ineffizienten Signalpeptid, ist diese Maus, obwohl
00:16:52.23 es lebt eine ungefähr normale Lebensdauer, entwickelt im Laufe der Zeit eine Neurodegeneration.
00:16:58.01 Und damit Sie sehen können, hoffe ich, dass diese Maus ein bisschen ataktisch ist, was bedeutet, dass sie nicht ganz
00:17:02.16 haben die richtige Balance und. und wackelt ein bisschen, hat das nach hinten krumm und putzt nicht
00:17:08.17 richtig, und es hat verschiedene Anzeichen von Neurodegeneration.
00:17:12.09 Daraus können wir schließen, dass, genau wie diese Transmembranform, ein wenig
00:17:17.12 Bit wird toleriert, aber ein leichter Überschuss wird nicht toleriert, dasselbe gilt für
00:17:22.24 diese zytosolische Form.
00:17:24.17 Wenn alles normal ist, wird es einigermaßen gut vertragen, und eine höhere Menge kann toleriert werden
00:17:31.03 für kurze Zeiträume, zum Beispiel bei akutem ER-Stress, aber über lange Zeiträume dies
00:17:36.12 wird auch nicht geduldet.
00:17:38.14 Und das. Dies sind Effekte, die Sie in einem intakten Organismus über lange Zeiträume hinweg sehen
00:17:43.04 Uhr, in einer kultivierten Zelle sind diese Effekte also sehr subtil, wenn. und so sind sehr schwer
00:17:47.24 zu erkennen, wenn überhaupt erkennbar.
00:17:50.09 Dies deutete darauf hin, dass diese Formen falsch lokalisiert sind und diese falsch lokalisiert sind
00:17:58.22 Formen des Proteins sind irgendwie schädlich.
00:18:01.23 Hier ist es hilfreich, ein gewisses Verständnis dafür zu haben, wie diese Formulare generiert werden.
00:18:07.22, weil wir wussten, dass sowohl diese transmembrane Form als auch diese zytosolische Form vollständig darauf angewiesen sind
00:18:14.14 über ein Signalpeptid, das in seiner Wirkungsweise etwas ineffizient ist
00:18:19.10 das Sec61-Translokon.
00:18:21.14 Und das macht eine sehr spezifische Vorhersage, nämlich dass diese beiden Formen sein sollten
00:18:27.08 vermeidbar, wenn Sie die Effizienz des Signalpeptids in diesem früheren Schritt erhöhen.
00:18:33.24 Das bedeutet also, dass Sie in der Lage sein sollten, eine Mutation anzunehmen, die normalerweise
00:18:38.06 erzeugen größere Mengen dieser Transmembranform und verursachen Krankheiten und retten sie durch Veränderung
00:18:44.12 das Signalpeptid.
00:18:46.03 Und wir wussten bereits, dass einige Signalpeptide wie Prolaktin viel effizienter sind und
00:18:50.20 Tatsächlich hatten wir in vitro bestätigt, dass, wenn man das Prolaktin-Signal auf das Prion-Protein legt
00:18:56.06 könnten Sie die Entstehung dieser Formen von PrP reduzieren.
00:18:59.23 Also hat Neena dieses Experiment gemacht und das Ergebnis war bemerkenswert, weil es im Grunde zeigte
00:19:06.19, dass das Prion-Protein-Signal tatsächlich in vivo in einer Maus etwas ineffizient sein muss.
00:19:13.05 Und was Sie hier sehen können, ist. Hier ist eine Maus mit dieser Alanin-zu-Valin-Mutation
00:19:17.19 und. und das ist der, der im Grunde nur hier sitzt und nicht viel tut, und ein passender
00:19:23.22 Maus, in der diese Mutation immer noch vorhanden ist, aber jetzt ein effizienteres Signal hat.
00:19:30.03 Und diese Maus ist viel gesünder, sie lebt etwas länger und entwickelt sich nicht
00:19:35.24 Neurodegeneration, während diese Alanin-zu-Valin-Maus hier drüben Neurodegeneration entwickelt.
00:19:40.20 Und wir konnten diese Art von Rettung mit zwei verschiedenen effizienten Signalpeptiden erreichen,
00:19:46.02 und mit zwei verschiedenen krankheitsverursachenden Mutationen.
00:19:48.22 Wir waren uns also ziemlich sicher, dass Prionenprotein unter normalen Bedingungen tatsächlich haben muss
00:19:55.02 ein etwas ineffizientes Signalpeptid, selbst bei einem intakten lebenden Tier.
00:20:01.24 Und das hat diese Vorstellung wirklich zunichte gemacht, dass Ineffizienzen im Signalpeptid oder diese
00:20:08.04 geringfügige abweichende Formen waren nur Artefakte eines In-vitro-Systems.
00:20:13.07 Was wir aus all diesen Experimenten gelernt haben, ist, dass tatsächlich Fehler während
00:20:18.11 Biosynthese scheint allgegenwärtig zu sein – denn viele dieser Dinge, von denen ich dir erzählt habe
00:20:23.17 gilt nicht nur für das Prion-Protein-Signalpeptid, sondern auch für andere Signale – und das subtil
00:20:28.12 Exzesse dieser Fehler können mit der Zeit zu Krankheiten führen.
00:20:32.12 Und tatsächlich, wenn man sich die menschliche Bevölkerung anschaut, gibt es seltene Krankheiten, bei denen Signalpeptide
00:20:38.16 anderer Arten von Proteinen sind mutiert, und diese verursachen oft eine dominante Krankheit im
00:20:45.06 Gewebe, in dem dieses Protein exprimiert wird.
00:20:47.11 Also zum Beispiel gibt es Mutationen im Signalpeptid von Insulin und diesen Menschen
00:20:53.00 das Versagen der Zellen entwickeln. das sind. die Insulin produzieren, die Beta
00:20:57.19 Zellen der Bauchspeicheldrüse.
00:20:59.13 Es deutet also darauf hin, dass Fehler bei der Lokalisierung des richtigen Kompartiments zur Synthese führen
00:21:07.07 von Proteinen, die, wenn sie falsch lokalisiert sind, über lange Zeiträume schädlich sein können.
00:21:12.24 Und so stellte sich dann wirklich die Frage, wie wird die Zelle normalerweise wieder los
00:21:17.16 diese Produkte?
00:21:19.05 Und das interessiert uns dann viel mehr, nachdem wir erkannt haben, was
00:21:23.13 die physiologische Bedeutung dieser Fehler sind und wissen, dass selbst unter normalen Bedingungen
00:21:30.01 Es gibt immer einige Produkte, die versagen.
00:21:32.09 Wie gehen wir dieses Problem an?
00:21:35.11 Und hier haben wir uns wieder einem biochemischen System zugewandt, weil wir gefragt haben, macht das?
00:21:41.09 Prozess, ein Versagen und eine Degradation, Arbeit im Reagenzglas?
00:21:45.20 Denn wenn dies der Fall ist, können wir die darin enthaltenen Komponenten möglicherweise auseinandernehmen
00:21:49.13 Reagenzglas, um zu versuchen, die daran beteiligten Faktoren zu identifizieren.
00:21:53.01 Und es stellt sich heraus, dass die Degradation in unserem üblichen In-vitro-Übersetzungssystem nicht funktioniert.
00:21:58.18 Aber was Sie sehen ist, dass, wenn Sie in diesem Experiment ein Prionenprotein synthetisieren, ohne
00:22:04.18 ER-Vesikel, damit alles in dieser falsch lokalisierten Form hergestellt wird, generieren Sie dies
00:22:09.13 Vorläufer, der nicht degradiert ist, aber das gibt Ihnen dann diese zusätzlichen Bänder.
00:22:17.16 Bei der vollständigen Reaktion wird das Protein in das Lumen des ER importiert, wo es glykosyliert wird
00:22:23.23 und das Signalpeptid wird entfernt.
00:22:25.22 Also, was sind das für zusätzliche Bands.
00:22:28.04 Und diese zusätzlichen Banden stellen sich als Anheftung eines kleinen Proteins namens Ubiquitin heraus, gezeigt
00:22:33.20 hier in Rot, zum Prionprotein.
00:22:36.17 Und das war wichtig, denn obwohl unser Protein nicht abgebaut wurde, war es
00:22:41.03 mit diesem Ubiquitin markiert werden, einem sehr bekannten Tag für den Abbau von
00:22:46.11 Proteine ​​im Zytosol.
00:22:47.22 Proteine, die auf diese besondere Weise polyubiquitiniert sind, werden also auf das Proteasom gerichtet,
00:22:53.15, was eine wichtige Abbaumaschinerie im Zytosol für den Abbau ist.
00:22:58.06 Wir haben also überlegt, dass, obwohl keine Verschlechterung auftritt, der Teil, der wir wirklich sind
00:23:03.11 interessiert, was die Anerkennung als abweichendes Produkt ist, das gekennzeichnet werden muss
00:23:08.19 für Abbau. dieser Schritt verlief in diesem in vitro-System einigermaßen gut.
00:23:13.18 Wir könnten uns also fragen, was diese Produkte erkennt, um sie mit Ubiquitin zu kennzeichnen?
00:23:20.16 Also, wie können wir das tun?
00:23:22.21 Und wir haben uns vorgestellt, dass es einen Erkennungsfaktor geben sollte, der dies identifiziert.
00:23:30.09 Und eines der Merkmale, die wir früh erkannt haben, ist die
00:23:35.09 ungespaltenes Signalpeptid.
00:23:38.04 Also suchten wir nach Faktoren, die dieses Produkt erkennen könnten, das noch ein ungespaltenes enthält
00:23:43.19 Signalpeptid.
00:23:45.05 Und es gibt viele Möglichkeiten, dies zu tun, denn wir wissen, dass unser Protein hier radioaktiv ist.
00:23:49.23 und so können wir dann zum Beispiel sehen, wie hoch das native Molekulargewicht unseres Proteins ist
00:23:55.12 ist, weil wir wissen, dass das Protein selbst ein bestimmtes Molekulargewicht hat, aber wenn es sich verhält
00:24:00.09 als wäre es größer, was darauf hindeutet, dass es mit einem Wiedererkennungsfaktor verbunden sein könnte.
00:24:05.08 Und wenn das der Fall ist, dann kannst du entweder Vermutungen anstellen, was das sein könnte
00:24:11.23 indem man es direkt identifiziert oder einige Eigenschaften davon kennt, zum Beispiel das molekulare
00:24:17.07 Gewicht des Wiedererkennungsfaktors.
00:24:19.24 Und wir können dies tun, indem Sie eine solche Probe nehmen und sie mit a treat behandeln
00:24:24.10 Crosslinker und ein Crosslinker verbinden diese beiden Proteine ​​chemisch miteinander, weil sie
00:24:30.15 sehr nah beieinander.
00:24:31.24 Dies geschieht über die Reaktion mit bestimmten Aminosäureseitenketten.
00:24:37.05 Also, in diesem speziellen Experiment, hier ist unser Übersetzungsprodukt vor der Vernetzung
00:24:41.21, wo fast alles hier am unteren Rand des Gels ist, und dann nach dem Vernetzen Sie
00:24:46.20 kann sehen, dass es abgenommen hat und sich einiges auf diese unterschiedlichen Größen verschoben hat.
00:24:52.19 Und wir wussten, dass der Faktor, nach dem wir suchten, wahrscheinlich sehr groß war
00:24:58.03 Faktor, weil die Aktivität zur Bindung von Ubiquitin an unser Protein ein großer Faktor war.
00:25:06.05 Und so haben wir uns dann auf dieses besonders große vernetzte Produkt konzentriert und identifiziert
00:25:11.17 was es war.
00:25:13.03 Und dieses Produkt stellt sich als ein Protein namens Bag6 heraus.
00:25:16.07 Und Bag6, wie sich herausstellt, ist selbst Teil eines Drei-Protein-Komplexes und seine Funktion wirklich
00:25:23.01 wurde nicht sehr gut verstanden.
00:25:24.23 Aber wir konnten zeigen, dass Bag6 diese hydrophoben Sequenzen erkennt und tatsächlich
00:25:31.05 es erkennt viele nicht verwandte fehllokalisierte Proteine.
00:25:34.20 Und anscheinend erkennt es die Teile des Proteins, die es haben sollten
00:25:39.13 wurde von einem anderen Faktor erkannt – in diesem Fall zum Beispiel SRP.
00:25:44.20 Die Idee ist also, dass unter normalen Bedingungen, während ein Protein synthetisiert wird,
00:25:51.17 es wird von SRP am Ribosom erkannt, zur Membran gebracht und dort erkannt
00:25:57.20 von Sec61 und dann importiert.
00:26:00.15 Und weil diese Ereignisse beide am Ribosom selbst auftreten, und SRP und Sec61 binden
00:26:07.12 das Ribosom, das erklärt meiner Meinung nach, warum Bag6 diese Prozesse nicht stört.
00:26:13.22 Im Wesentlichen hat Bag6 während der Translation keinen Zugang zu diesen Proteinen.
00:26:20.12 Und auch andere Proteine. viele von ihnen werden auch kotranslational gemacht, und es scheint
00:26:28.12 dass diese. diese Segmente des Proteins, diese sehr hydrophoben Bereiche, während der Biosynthese
00:26:35.01 werden entweder durch Faktoren abgeschirmt und nach der Biosynthese innerhalb der Membran abgeschirmt.
00:26:41.16 Und das sind die Sequenzen, die Bag6 erkennt.
00:26:44.09 Also scheint Bag6 so zu wissen, dass ein Protein falsch lokalisiert ist, weil eine Region
00:26:50.01 des Proteins, das abgeschirmt werden sollte, ist jetzt freigelegt.
00:26:54.06 Die Idee ist also, dass unter normalen Bedingungen die biosynthetische Maschinerie – SRP und Sec61
00:27:01.13 -- haben Priorität, und das liegt daran, dass sie mit dem Ribosom verbunden sind und Bag6 nicht
00:27:07.00 scheinen diesen Prozess zu stören.
00:27:09.04 Aber wenn das Targeting fehlschlägt, erkennt Bag6 diese exponierten Signale und Transmembranen spezifisch
00:27:16.15 Segmente, und es tut ein paar Dinge.
00:27:19.19 Erstens hält es diese Substrate abgeschirmt, und das ist wichtig, weil diese hydrophoben
00:27:24.13 Sequenzen können viele promiskuitive und unspezifische Interaktionen bewirken,
00:27:28.20 und sie können auch aggregieren.
00:27:31.07 Es ist also sehr wichtig, etwas zu haben, das sie abschirmt, um eine Ansammlung zu verhindern.
00:27:35.23 Und es rekrutiert eine Ubiquitin-Ligase, und das ist eine Art Enzym, das Ubiquitin bindet
00:27:41.20 zu unserem Substrat hier, das ist das Rot. das rote Bit, hier.
00:27:45.11 Und das würde das Substrat für den Abbau ins Visier nehmen.
00:27:48.05 Bag6 ist also ein Faktor, der falsch lokalisierte Proteine ​​identifiziert und
00:27:53.14 zielt darauf ab, sie zu zersetzen.
00:27:55.21 Nun ist die Situation nicht ganz so einfach, denn es stellt sich heraus, dass zusätzlich zu
00:28:00.08 dieser kotranslationale Weg gibt es andere Wege, die funktionieren, nachdem das Protein synthetisiert wurde,
00:28:07.00 und bestimmte Arten von Proteinen, wie z. B. am Schwanz verankerte Membranproteine, werden posttranslational angesteuert,
00:28:13.16, also gehe ich nicht darauf ein, aber es stellt sich heraus, dass die Maschinerie zum Zielen dieser Schwanzanker verankert ist
00:28:18.16 Proteine ​​haben auch Vorrang vor Bag6.
00:28:23.21 Und so scheint Bag6 in beiden Fällen ein Faktor zu sein, der wartet, bis du die Chance dazu hast
00:28:29.12 zielen richtig auf die richtige Stelle, wartet aber darauf, dich zu fangen, wenn du scheiterst und deshalb
00:28:35.10 markieren Sie für die Erniedrigung.
00:28:37.02 Also, wenn Sie mehr Details darüber verstehen möchten, wie diese Entscheidungsfindung genau funktioniert
00:28:41.17 In diesem komplizierteren posttranslationalen Pfad können Sie die Referenz lesen, die
00:28:46.03 hier unten zitiert.
00:28:48.22 Letztendlich stellen wir also fest, dass die Ausrichtung auf die Notaufnahme anfällig für gelegentliche Fehler ist
00:28:54.24 und die Zelle scheint einen Mechanismus entwickelt zu haben, um mit diesen Fehlern umzugehen, indem sie sich weiterentwickelt hat
00:29:00.09 ein spezifischer Faktor, der diese falsch lokalisierten Proteine ​​erkennt und für den Abbau bestimmt.
00:29:06.01 Und diese Entdeckung hat uns wirklich dazu inspiriert, dann nach anderen Arten von Fehlern zu suchen, zum Beispiel
00:29:12.24 Proteine ​​gehen auch in die Mitochondrien, und als wir nachgesehen haben, hat Eisuke Itakura im Labor gefunden
00:29:18.17 eine Reihe von Faktoren namens Ubiquiline, die Membranproteine ​​​​zu erkennen schienen, die dafür bestimmt sind
00:29:24.12 Mitochondrien und zielt auf den Abbau ab.
00:29:27.18 Und ebenso müssen Proteine ​​auch zu anderen Organellen, zum Beispiel dem Zellkern.
00:29:32.23 Alle ribosomalen Proteine ​​werden also zuerst im Zytosol synthetisiert und gelangen in den Zellkern, wo
00:29:39.13 sie werden zu Ribosomen zusammengesetzt und wenn der Import fehlschlägt. ähm.
00:29:43.22 Kota Yanagitani hat einen Faktor identifiziert, der diese falsch lokalisierten Ribosomen zu erkennen scheint
00:29:50.10 Proteine ​​und zielt auf den Abbau ab.
00:29:52.16 Die Idee hier ist also, dass die Zelle eine ganze Reihe von Faktoren entwickelt hat, die damit umgehen
00:29:57.23 mit verschiedenen Arten von Fehlern, Proteine ​​in den richtigen Teil der Zelle zu bringen.
00:30:02.14 Und so ist es offensichtlich, dass sowohl unter normalen Bedingungen als auch unter bestimmten pathologischen
00:30:07.22 Bedingungen, Proteine ​​nicht in das richtige Kompartiment zu bringen, ist ein Problem, das die Zelle
00:30:12.14 muss sich damit auseinandersetzen.
00:30:14.10 Darüber hinaus können diese Faktoren selbst während einer Krankheit beeinträchtigt werden.
00:30:19.06 So könnten zum Beispiel die Ubiquiline ein besonders wichtiges Beispiel sein, weil es dort
00:30:24.16 sind genetische Mutationen in Ubiquilinen, die in bestimmten seltenen Fällen von gefunden werden
00:30:30.13 neurodegenerative Erkrankung.
00:30:32.10 Außerdem scheinen bestimmte andere Fälle von Neurodegeneration Ubiquiline aus Zellen zu entziehen.
00:30:39.03 Also, in diesem Beispiel, das ein Experiment von Eszter Zavodszky in meinem Labor ist, drückte sie aus
00:30:46.00 ein mutiertes Protein aus dem Protein Huntingtin, und dies ist ein Protein, das, wenn es mutiert wird
00:30:51.21 verursacht in gewisser Weise die Huntington-Krankheit.
00:30:55.12 Und was Sie sehen können, ist, dass das mutierte Huntingtin, das rot ist, fast abgesondert wird
00:31:01.17 das ganze Ubiquilin in diesen beiden Zellen, hier.
00:31:04.23 Das Ubiquilin ist also in seinem normalen Teil der Zelle nicht mehr verfügbar,
00:31:09.06, das normalerweise in der gesamten Zelle diffus ist, wo es diese Zelle überwacht
00:31:13.09 Fehler beim mitochondrialen Targeting.
00:31:15.20 Und wenn Sie genau in diese Zellen schauen, die die Aggregate enthalten,
00:31:21.16 Das Ubiquilin in diesen Zellen kann seine normale Funktion nicht erfüllen.
00:31:26.17 Wir denken also, dass das Fehlen dieser wichtigen Qualitätskontrolle und Hauswirtschaft
00:31:32.22 Funktion könnte ein Faktor dafür sein, warum Zellen bestimmte Arten von Aggregaten haben
00:31:39.02 sind anfällig für Tod und anfällig für eventuelle Funktionsstörungen.
00:31:44.21 Also, was ich Ihnen dann überlassen möchte, ist, dass der Prozess der Proteinlokalisierung zu
00:31:51.01 verschiedene Organellen, während die Maschinerie, die dies ausführt, ziemlich ausgefeilt ist.
00:31:56.12 diese. dieser Ereignisse, ist dennoch störanfällig.
00:31:59.16 Und diese Fehler können übertrieben sein, zum Beispiel unter bestimmten Bedingungen wie Stress in der Notaufnahme
00:32:04.24 oder mitochondrialer Stress.
00:32:07.20 Es ist eine normale Hauswirtschaftsfunktion für die Zelle, sich weiterentwickelt zu haben
00:32:12.16 Fehler in dieser Lokalisierung.
00:32:14.12 Also, was sind die Herausforderungen hier?
00:32:17.02 Und ich denke, viele dieser Faktoren wurden gerade erst entdeckt, und ich denke, es ist
00:32:21.16 sehr unwahrscheinlich, dass wir alle Faktoren kennen, die mit Fehlern in verschiedenen Lokalisierungsarten zu tun haben,
00:32:27.13 Daher ist es sehr wichtig, eine vollständige Stückliste aller beteiligten Faktoren zu erhalten.
00:32:31.21 Die zweite Sache ist, dass, obwohl wir die Proteine, die in die
00:32:36.19 ER mit Bag6 oder Proteine, die mit Ubiquilins nicht in die Mitochondrien gelangen, denke ich
00:32:42.10 wir haben ein ziemlich schlechtes Gesamtverständnis dafür, für welche Qualitätskontrollpfade gedacht ist
00:32:48.12 welche Kunden.
00:32:49.14 Und in diesem Zusammenhang denke ich, dass wir eine sehr schlechte Vorstellung davon haben, wie Anerkennung tatsächlich stattfindet.
00:32:56.14 Wir haben also eine grobe Vorstellung von Bag6, dass es hydrophobe Regionen erkennt, aber insgesamt
00:33:03.10 die Einzelheiten dieser Anerkennung sind unklar.
00:33:06.01 Und schließlich, wie ich Ihnen am Ende gesagt habe, denken wir, dass viele dieser Wege sein könnten
00:33:09.22 durch Krankheit beeinträchtigt und es ist ein wichtiges Ziel zu versuchen, genau zu verstehen, wie sie beeinträchtigt sind.
00:33:16.02 und ob etwas getan werden kann, um ihre Wirksamkeit zu erhöhen oder anderweitig zu manipulieren
00:33:21.22 den Prozess, um zumindest einen gewissen Einfluss auf diese Krankheiten zu haben.
00:33:25.17 Lassen Sie mich abschließend darauf hinweisen, dass ich das Vergnügen hatte, mit einem wirklich großartigen zusammenzuarbeiten
00:33:32.13 Personengruppe in den letzten siebzehn Jahren oder so, einige von ihnen sind hier gezeigt, und ich habe
00:33:37.17 habe versucht, die Personen zu benennen, die einige der wichtigsten Experimente durchgeführt haben, während ich gegangen bin
00:33:42.23 durch das Gespräch.
00:33:44.09 Die aktuelle Gruppe, auf diesem Bild, das letzten Sommer aufgenommen wurde, ist hier zu sehen.
00:33:49.02 Danke fürs Zuhören.


Integrale Proteinfunktion

Die Grundfunktion von mindestens einem Teil jedes integralen Proteins besteht darin, das Protein an eine Plasmamembran zu binden. Diese Membran kann die die Mitochondrien umgebende Plasmamembran oder die innere Membran der Mitochondrien sein. Sie sind an der äußersten Zellwand vorhanden, ebenso wie die Atomhülle, die den Kern umgeben und die DNA binden. Es gibt ein integrales Protein, das mit jeder lebenden Plasmamembran verbunden ist, und die meisten Zellen umfassen Hunderte, wenn nicht Tausende von ihnen.

Die letztendliche Funktion jedes integralen Proteins variiert je nach Organismus, Organelle und sogar nach Lage entlang eines mikroskopischen Stücks der Plasmamembran. Ein integrales Protein kann als Botenstoff fungieren und ein Signal zwischen den extrazellulärer Raum und der Zytosol. Viele integrale Proteine ​​wie dieses werden bei der Aufnahme von Hormone, und die Übertragung ihrer Nachrichten.

Ein anderes integrales Protein kann sich möglicherweise nicht vollständig durch die Plasmamembran erstrecken. Stattdessen müssen diese integralen Proteine ​​möglicherweise an eine Membran gebunden werden, damit ihr Produkt leicht ausgestoßen werden kann. Einige der Proteine, die für die Produktion verantwortlich sind Neurotransmitter auf diese Weise betreiben. Dadurch kann das Produkt dort angesammelt werden, wo es am meisten gebraucht wird, an den Spitzen der Neuronen, wo das Signal abgegeben werden kann.


5 wichtige Mikroskoptypen in der Biologie (mit Diagramm)

Einige der wichtigsten Arten von Mikroskopen, die in der Biologie verwendet werden, sind:

1. Einfaches Mikroskop 2. Verbundmikroskop 3. Elektronenmikroskope 4. Phasenkontrastmikroskop 5. Interferenzmikroskop.

Das einfache Dissektionsmikroskop bis hin zu fortgeschrittenen Elektronenmikroskopen findet Anwendung bei Studien an lebenden Organismen.

Mikroskope sind, wie der Name schon sagt, Instrumente, die helfen, winzige (mikro = sehr kleine) Organismen oder deren Teile zu vergrößern. Ein Mikroskop bietet nicht nur eine vergrößerte Ansicht des Objekts, sondern „löst es auch besser auf“.

Auflösung ist die Eigenschaft, die es ermöglicht, zwischen zwei nahe beieinander liegenden Punkten in den betrachteten Objekten zu unterscheiden. Das erste Mikroskop konstruierte Anton Van Leeuwenhoek (1632-1723). Dieses Mikroskop bestand aus einer einzelnen bikonvexen Linse, die in ein kleines Fenster einer “-Platine” eingebaut wurde und durch die das Objekt betrachtet wurde. Dies war ein einfaches Mikroskop.

Nach diesem zusammengesetzten Mikroskop wurden unter Verwendung von Kombinationen von zwei Linsen entwickelt. Die Verbesserungen wurden fortgesetzt, immer neuere Mikroskope wurden entwickelt und werden immer noch verbessert.

Verschiedene Arten von Mikroskopen, die in biologischen Studien verwendet werden, sind die folgenden:

Es ist die Fähigkeit eines Mikroskops, zwei eng liegende Punkte als zwei verschiedene Punkte darzustellen.

Es ist das Verhältnis der Größe des Bildes zu der des Objekts:

4. Phasenkontrastmikroskop

5. Interferenzmikroskop

1. Einfach Mikroskope:

Einfaches/ Sezierendes Mikroskop:

Wie in Abbildung 6.1 gezeigt, besteht das Seziermikroskop aus einer bikonvexen Linse, die mit einer Einstellschraube auf und ab bewegt wird, um das Objekt scharf zu stellen.Das Objekt wird auf der Plattform platziert und das Licht mit Hilfe eines darunter angebrachten Hohlspiegels fokussiert.

In einem einfachen Mikroskop wird eine konvexe Linse mit kurzer Brennweite verwendet, um ein vergrößertes Bild eines kleinen Objekts zu sehen. Das Objekt wird zwischen dem optischen Zentrum und dem Fokus einer konvexen Linse platziert, sein Bild ist virtuell, aufrecht und vergrößert und auf der gleichen Seite wie das Objekt. Die Position des Objekts wird so eingestellt, dass das Bild bei der geringsten deutlichen Sichtweite (D) entsteht.

Die Vergrößerung (M) eines einfachen Mikroskops ist das Verhältnis des Winkels, den das Bild am Auge einnimmt, zu dem Winkel, den das direkt gesehene Objekt einnimmt, wenn beide in der geringsten Entfernung von deutlichem Sehen oder dem Nahpunkt liegen.

Dabei ist D die geringste Sehweite und f die Brennweite der Linse.

2. Ein zusammengesetztes Mikroskop:

Ein zusammengesetztes Mikroskop besteht aus zwei Sätzen konvexer Linsen. Ein Objektiv mit kurzer Öffnung und kurzer Brennweite, das dem Objekt zugewandt ist, wird als Objektiv bezeichnet. Ein anderer Linsensatz mit relativ mäßiger Brennweite und großer Öffnung, der dem Auge zugewandt ist, wird als Okular bezeichnet. Objektiv und Okular sind koaxial an den beiden Enden eines Tubus angebracht (Abb. 6.2).

Das Objekt wird zwischen dem Krümmungsmittelpunkt und dem Fokus des Objektivs platziert – es bildet ein reelles, invertiertes und vergrößertes Bild auf der anderen Seite des Objektivs. Dieses Bild dient als Objekt für das Okular, das dann als einfaches Mikroskop fungiert, um ein virtuelles, aufrechtes und vergrößertes Bild zu erzeugen.

Die Vergrößerung (M) eines zusammengesetzten Mikroskops beträgt

Wo f0und fe sind die Brennweite des Objektivs bzw. des Okulars, L ist die Länge des Mikroskoptubus und D ist die geringste Sichtweite.

3. Das Elektronenmikroskop:

Die Organellen der Zelle wurden nach der Erfindung des Elektronenmikroskops bekannt. Das Elektronenmikroskop wurde 1932 von M. Knoll und Ruska in Deutschland entwickelt. Es besteht aus einer Zufuhrquelle, einem Elektronenstrahl mit gleichmäßiger Geschwindigkeit, einer Kondensorlinse zum Konzentrieren des Elektrons auf der Probe, einem Probentisch zum Verschieben der Probe, der den Elektronenstrahl überträgt, einer Objektivlinse, einer Projektorlinse und einem Leuchtstoff Bildschirm, auf dem das endgültige Bild betrachtet wird (Abb. 6.3).

Zur dauerhaften Aufnahme des Bildes wird der fluoreszierende Schirm durch einen fotografischen Film ersetzt. Dieses Mikroskop verwendet einen Strom von Hochgeschwindigkeitselektronen, die von einem elektromagnetischen Feld auf die gleiche Weise abgelenkt werden, wie ein Lichtstrahl reflektiert wird, wenn er eine Glaslinse durchquert. Es gibt zwei Arten von Elektronenmikroskopen.

(a) Transmissionselektronenmikroskop (TEM):

Dies wird verwendet, um die Feinstruktur von Zellen zu beobachten. Ultradünne Schnitte des Objekts werden präpariert und mit einem Schwermetall (Gold oder Palladium) gefärbt, um bestimmte Teile dicht zu machen, und in die Vakuumkammer des Mikroskops eingeführt. Ein 100-Volt-Elektronenstrahl wird auf den Schnitt fokussiert und das manipulierte Bild kann mit ausreichender Auflösung vergrößert werden, um eine Gesamtvergrößerung von über 20 Millionen Mal zu erreichen.

(b) Rasterelektronenmikroskop (REM):

Es wird verwendet, um die Oberflächen von Zellen und Organismen zu untersuchen. Bei diesem Mikroskop wird das Bild durch Elektronen gebildet, die vom Objekt zurückreflektiert werden. Das von diesem Mikroskop erzeugte Bild hat ein bemerkenswertes dreidimensionales Aussehen. Typischerweise beträgt die Vergrößerung eines Rasterelektronenmikroskops etwa das 20.000-fache.

4. Phasenkontrastmikroskop:

Dies wird verwendet, um das Verhalten lebender Zellen zu studieren, die nuklearen und zytoplasmatischen Veränderungen während der Mitose und die Wirkung verschiedener Chemikalien innerhalb der lebenden Zellen zu beobachten. Mit dem Phasenkontrastmikroskop erhält man ein kontrastreiches Bild des Objekts (Abb. 6.4).

Es handelt sich um eine kontrastverstärkende optische Technik, die verwendet werden kann, um kontrastreiche Bilder von transparenten Proben wie lebenden Zellen (normalerweise in Kultur), Mikroorganismen, dünnen Gewebeschnitten, Fasern, Glasfragmenten und subzellulären Partikeln (einschließlich Kerne und andere Organellen). Tatsächlich verwendet die Phasenkontrasttechnik einen optischen Mechanismus, um winzige Phasenvariationen in entsprechende Amplitudenänderungen zu übersetzen, die als Unterschiede im Bildkontrast sichtbar gemacht werden können.

Einer der großen Vorteile der Phasenkontrastmikroskopie besteht darin, dass lebende Zellen in ihrem natürlichen Zustand untersucht werden können, ohne vorher abgetötet, fixiert und gefärbt zu werden. Dadurch kann die Dynamik laufender biologischer Prozesse beobachtet und kontrastreich mit scharfer Klarheit kleinster Probendetails aufgezeichnet werden.

5. Interferenzmikroskop:

Das Interferenzmikroskop dient zur quantitativen Untersuchung von Makromolekülen der Zellbestandteile, zB zur Bestimmung von Lipid-, Nukleinsäure- und Proteingehalten der Zelle. Interferometrie ist eine traditionelle Technik, bei der ein Muster aus hellen und dunklen Linien (Streifen) aus einem optischen Wegunterschied zwischen einem Referenz- und einem Probenstrahl resultiert.

Das einfallende Licht wird in einem Interferometer geteilt, wobei ein Strahl auf eine interne Referenzfläche und der andere auf die Probe geht. Nach der Reflexion rekombinieren die Strahlen im Interferometer, erfahren eine konstruktive und destruktive Interferenz und erzeugen das helle und dunkle Streifenmuster.

Ein Präzisions-Translationstisch und eine CCD-Kamera erzeugen zusammen ein 3D-Interferogramm des Objekts, das im Computerspeicher gespeichert wird. Dieses 3D-Interferogramm des Objekts wird dann durch eine Frequenzbereichsanalyse in ein quantitatives 3D-Bild umgewandelt, das eine Oberflächenstrukturanalyse ermöglicht (Abb. 6.5).


Genetische Kontrolle der fetalen Geschlechtsentwicklung

Rajini Sreenivasan , . Andrew Sinclair , in Encyclopedia of Endocrine Diseases (Zweite Ausgabe) , 2019

SRY, das geschlechtsbestimmende Hauptgen, wird am häufigsten vom kurzen Arm des Y-Chromosoms auf das X verlagert, was zu einer ovotestikulären DSD von Mann zu Frau 46,XX führt. Mutationen in der kodierenden Region des Gens sind auch für einen signifikanten Anteil der 46,XY-DSD-Fälle verantwortlich. Es ist jedoch nur ein Fall einer Mutation stromaufwärts von . bekannt SRY im Promoter. Diese 3-bp-Deletion entfernt eine wichtige Bindungsstelle des Transkriptionsfaktors und verhindert die transkriptionelle Aktivierung von SRY in der sich entwickelnden Keimdrüse ( Assumpcao et al., 2005). Dies wiederum führte bei der Patientin zu einer 46,XY-vollen Gonadendysgenesie und wurde vom Vater vererbt, der die Mutation trug und als Kind schwere Hypospadie hatte.


Wie beantworte ich eine Frage zum Beschreiben und Erklären?

Wenn Sie zwischen diesen beiden wichtigen Befehlswörtern nicht unterscheiden, können viele Markierungen verloren gehen! „Beschreiben“ beinhaltet das Schreiben einer wörtlichen Beschreibung der Daten, die vor Ihnen liegen, sei es ein Diagramm oder eine Tabelle.

Obwohl es manchmal einfach erscheinen mag, ist es wichtig, dass Sie das Offensichtliche angeben. Wenn ein Diagramm beispielsweise eine starke positive Korrelation zeigt, sagen Sie einfach „Je größer der [Titel der X-Achse einfügen], desto größer der [Titel der Y-Achse einfügen]“. Weichen die Daten von einem Trend ab, sollten Sie den Wert notieren, bei dem sie sich ändern und beschreiben, ob sie „flacht ab“, 'nimmt ab' oder 'erhöht sich'.

Um in diesen Fragen die volle Punktzahl zu erreichen, müssen Sie daran denken, zu ERKLÄREN. Erklären erfordert einen Grund. Eine genial einfache Technik, die Sie auf den richtigen Weg bringt, ist das Schreiben 'da' nach deiner Beschreibung. Kinderleicht!

Eine klassische Beispielfrage ist „Beschreiben und erklären Sie anhand des Diagramms die Wirkung der Lichtintensität auf die Photosyntheserate.“

Also… Schritt 1) Beschreibe den ersten Trend

Bis zum Punkt x lm/sr nimmt die Photosyntheserate mit zunehmender Lichtintensität zu.

Schritt 2) Erkläre den ersten Trend

Das ist da Licht ist der geschwindigkeitsbegrenzende Faktor.

Schritt 3) Beschreibe den zweiten Trend

Nach x lm/sr gibt es ein Plateau (Abflachung) der Kurve und die Photosyntheserate bleibt gleich.

Schritt 4) Erkläre den zweiten Trend

Dies liegt daran, dass jetzt ein zweiter Faktor limitierend ist, wie die Konzentration von CO2.